Chương 7: Biểu hiện gen tái tổ hợp trong Escherichia coli
Vector biểu hiện là vector có thể mang các gen ngoại lai mong muốn cho phép thực hiện sự phiên mã của các bản sao được tạo dòng và sự dịch mã các mRNA của chúng trong Escherichia coli. Những vector như thế được dùng để biểu hiện các gen của eukaryote trong E. coli hoặc tăng hiệu suất các sản phẩm của gen ở prokaryote.
Chương 7
Biểu hiện gen tái tổ hợp trong
Escherichia coli
Vector biểu hiện là vector có thể mang các gen ngoại lai mong muốn cho phép thực hiện sự phiên
mã của các bản sao được tạo dòng và sự dịch mã các mRNA của chúng trong Escherichia coli. Những
vector như thế được dùng để biểu hiện các gen của eukaryote trong E. coli hoặc tăng hiệu suất các sản
phẩm của gen ở prokaryote. Mặc dù E. coli không phải là một vật chủ lý tưởng để biểu hiện các gen của
eukaryote do chúng không có khả năng sửa đổi hậu dịch mã (post-translation modification) cho các chuỗi
polypeptide của các protein có cấu trúc phức tạp. Tuy nhiên, trong một số trường hợp người ta vẫn có thể
sử dụng vi khuẩn E. coli cho những protein có cấu trúc đơn giản hơn. Đối với những protein có cấu trúc
phức tạp, vật chủ thường được sử dụng là các cơ thể eukaryote (ví dụ: nấm men Saccharomyces
cerevisiae, nấm mốc Aspergillus niger…) do chúng có thể hậu dịch mã được.
Để biểu hiện tất cả các gen ngoại lai trong E. coli phải bắt đầu bằng việc gắn đoạn gen ngoại lai vào
trong vector biểu hiện (thường là plasmid). Vector này phải có đủ các cấu trúc cần thiết sau:
- Trình tự khởi đầu sao chép (ori) để có thể tạo ra nhiều bản sao trong tế bào vật chủ.
- Các trình tự mã hóa gen chỉ thị chọn lọc (selectable marker) để đảm bảo duy trì vector trong tế
bào.
- Một promoter kiểm soát phiên mã (ví dụ: lac, trp hoặc tac) cho phép sản xuất một lượng lớn
mRNA từ các gen được tạo dòng.
- Các trình tự kiểm soát dịch mã như trình tự liên kết ribosome được bố trí thích hợp và codon khởi
đầu AUG.
- Một polylinker để đưa gen ngoại lai vào trong một hướng chính xác với promoter.
Chỉ khi được cấu trúc đầy đủ như thế, các vector biểu hiện mang gen ngoại lai mới được biến nạp
vào chủng E. coli thích hợp.
Chương này mô tả các phương pháp và các plasmid vector được sử dụng để sản xuất các protein
dung hợp (fusion protein) và các protein nguyên thể (native protein) trong vi khuẩn. Các protein dung hợp
có thể được sản xuất với một lượng lớn, dễ dàng tinh sạch và có thể được dùng để gây ra một đáp ứng
miễn dịch. Các protein nguyên thể có thể được sản xuất trong vi khuẩn bằng cách gắn một promoter mạnh
và một trình tự liên kết ribosome hiệu quả ngược hướng với gen được tạo dòng (vùng 5’ không dịch mã).
Thông thường, các protein được biểu hiện ở mức độ cao trong các thể vùi không hòa tan.
I. Sản xuất các protein dung hợp
1. Protein dung hợp
Protein dung hợp (protein lai) được mã hóa bởi một gen lai do sự dung hợp in vitro hai đoạn gen
khác nhau. Vì vậy, protein dung hợp sẽ mang trình tự amino acid của hai protein khác biệt (Hình 7.1).
Hình 7.1. Protein dung hợp. Bao gồm gen được tạo dòng (gen A) và một gen khác của vi khuẩn (gen B), do đó
protein dung hợp có chứa một phần protein của vi khuẩn. SD: đoạn Shine-Dalgarno.
Sự dung hợp gen được thực hiện bằng cách gắn phần mã hóa của gen được tạo dòng ở gần đầu cuối
3’ của gen vi khuẩn (ví dụ: gen lacZ). Protein dung hợp có những ưu điểm sau:
- Protein dung hợp thường được sản xuất với hàm lượng lớn do sự khởi đầu phiên mã và dịch mã
được điều khiển bởi các trình tự tiêu chuẩn của E. coli.
- Dung hợp các trình tự ngoại lai với các gen của E. coli thường cho kết quả các sản phẩm ổn định
hơn các protein ngoại lai nguyên thể.
- Protein dung hợp có khối lượng phân tử lớn hơn so với hầu hết các protein của E. coli và vì thế dễ
dàng nhận biết trong điện di polyacrylamide gel của protein. Băng protein dung hợp có thể được cắt ra
khỏi gel, đông khô (lyophilize) sau đó nghiền thành bột và dùng như một kháng nguyên.
- Protein dung hợp có thể được tiết ra môi trường nhờ biểu hiện của vi khuẩn nếu gen eukaryote
được gắn với trình tự mã hóa cho peptide tín hiệu (signal peptide), khi đó peptide sẽ này tạo ra sự chuyển
dịch protein qua màng. Tuy nhiên, hiện tượng này chỉ xảy ra ở một vài trường hợp.
2. Các hệ thống vector biểu hiện các gen dung hợp với gen lacZ
Một số hệ thống vector được phát triển để biểu hiện các gen dung hợp với gen lacZ. Chẳng hạn, các
vector họ pUR có các vị trí tạo dòng BamHI, SalI, PstI, XbaI, HindIII và ClaI ở đầu 3’ của gen lacZ
(Hình 7.2). Bằng cách chọn lựa các vector và vị trí cắt hạn chế thích hợp người ta có thể tiến hành dung
hợp cho hầu hết gen được tạo dòng. Trong một số trường hợp, sự dung hợp có thể thực hiện bằng cách
loại bỏ đầu tận cùng lồi hoặc làm đầy đầu tận cùng bị khuyết trước khi gắn.
Một hệ thống vector tương tự khác cũng được phát triển để sản xuất các protein dung hợp, đó là các
vector biểu hiện pEX1-3. Promoter PR được điều hòa và cảm ứng trong cùng một kiểu như promoter PL
của bacteriophage l. Các vector pEX1-3 có các vị trí tạo dòng mang các điểm nhận biết EcoRI, SmaI,
BamHI, SalI và PstI nằm ở đầu 3’ của gen lacZ. Các codon kết thúc dịch mã và các tín hiệu kết thúc
phiên mã được đặt cùng hướng (downstream) với vị trí tạo dòng (Hình 7.3).
Hình 7.2. Các vector họ pUR. Đây là các vector dung hợp với gen lacZ, có các vị trí tạo dòng BamHI, SalI, PstI,
XbaI, HindIII và ClaI ở đầu 3’ của gen lacZ. Chèn đoạn DNA ngoại lai (cDNA) vào trong các vị trí tạo dòng thích
hợp cho phép sản xuất protein dung hợp của b-galactosidase hoạt động với chuỗi peptide được mã hóa bởi DNA
ngoại lai. Các vector pUR278, pUR288 và pUR289 chỉ chứa một vị trí PstI trong gen Ampr. Các vector pUR290,
pUR291 và pUR292 chứa một vị trí PstI trong vùng tạo dòng do vị trí PstI trong gen Ampr đã bị loại bỏ. Sử dụng
các plasmid vector này rất tiện lợi khi đoạn DNA ngoại lai quan tâm được tạo dòng trong vị trí PstI bằng phương
pháp đuôi GC.
Hình 7.3. Vector pEX2. Plasmid vector này dài khoảng 5,8 kb được thiết kế để biểu hiện đoạn DNA ngoại lai
(cDNA) được dung hợp ở đầu 3’ của gen lacZ. Phần tận cùng amino của gen lacZ được thay thế bằng một số trình
tự của gen cro của bacteriophage l và gen lacI của E. coli. Promoter PR của bacteriophage l (dùng để biểu hiện
protein dung hợp) được điều hòa bởi gen ức chế cIts857 của bacteriophage l. Vùng tạo dòng hiện diện ở đầu 3’ của
gen lacZ, tiếp theo là các codon kết thúc dịch mã (Stop) và tín hiệu kết thúc phiên mã (Term) của bacteriophage fd.
3. Xây dựng plasmid biểu hiện và phát hiện các protein dung hợp
Gắn plasmid vector (pUR hoặc pEX) thích hợp với đoạn DNA ngoại lai để tạo ra một sự dung hợp
trong khung đọc. Biến nạp các vector này vào E. coli (chủng K12 71/18 hoặc JM 103 cho các vector
pUR, chủng M5219 cho các vector pEX). Kiểm tra các khuẩn lạc đơn mang đoạn DNA ngoại lai mong
muốn bằng cách tách chiết DNA (DNA miniprep) của plasmid vector, sau đó cắt bằng enzyme hạn chế
thích hợp và điện di kiểm tra trên agarose gel. Sàng lọc các khuẩn lạc sản xuất protein dung hợp.
Phương pháp sàng lọc khuẩn lạc để phát hiện protein dung hợp được tiến hành như sau: Nuôi cấy
qua đêm ở 37oC (một lượng nhỏ) từ 5-10 khuẩn lạc trong môi trường LB có chứa ampicillin. Sau đó, cảm
ứng nuôi cấy bằng cách bổ sung thêm isopropylthio-β-galactoside (IPTG) cho vector pUR và tiếp tục nuôi
ở 37oC, đối với vector pEX thì chuyển nuôi cấy 37oC lên nhiệt độ 40oC và tiếp tục nuôi cấy (có sục khí).
Sau các khoảng thời gian nuôi cấy khác nhau (1, 2, 3 và 4 giờ…), lấy 1 mL dịch nuôi cấy ly tâm nhanh để
thu tiểu thể, tái huyền phù chúng trong đệm 1´ SDS, biến tính ở 100oC trong 3 phút, ly tâm 12.000 g trong
1 phút ở nhiệt độ phòng. Tiến hành điện di SDS trên polyacrylamide gel 6%. Dùng dịch huyền phù tế bào
chỉ mang một mình vector làm đối chứng. Protein dung hợp sẽ xuất hiện như là một băng mới dịch chuyển
chậm hơn băng β-galactosidase trong đối chứng.
4. Tách chiết các protein dung hợp để sản xuất kháng thể
Protein dung hợp có thể được tách chiết theo một số cách: dùng dịch chiết urea, sắc ký ái lực
aminophenylthiogalactoside, điện di SDS-polyacrylamide gel hoặc phối hợp giữa các cách này. Phương
pháp đơn giản nhất là điện di SDS-PAGE (sodium dodecylsulfate-polyacrylamide gel electrophoresis),
như trình trình bày ở mục 3 (nuôi cấy một lượng lớn trong 200 mL). Nhuộm gel và phát hiện băng protein
mới, sau đó cắt băng này ra khỏi gel, đông khô khoảng 2 ngày rồi nghiền thành bột mịn. Bột này sẽ được
dùng tiêm vào thỏ để sản xuất kháng thể.
II. Sản xuất các protein nguyên thể
Các protein nguyên thể có thể được sản xuất trong E. coli bằng cách sử dụng promoter điều hòa
mạnh và một trình tự liên kết ribosome hiệu quả. Để biểu hiện gen prokaryote có trình tự liên kết
ribosome mạnh chỉ cần cung cấp một promoter là đủ. Trong khi đó, để biểu hiện một gen eukaryote (hoặc
một gen prokaryote với một trình tự liên kết ribosome yếu) cần phải cung cấp cả promoter lẫn trình tự liên
kết ribosome (Hình 7.4). Các mức độ biểu hiện có thể khác nhau từ dưới 1% cho tới hơn 30% protein hòa
tan tổng số (total soluble protein) của tế bào.
Hình 7.4. Protein nguyên thể. Gen tạo dòng (gen A) được đặt sau promoter và trình tự SD của vi khuẩn. mRNA
chỉ mã hóa các amino acid đặc hiệu của đoạn chèn để tạo ra loại protein nguyên thể.
§ Biểu hiện của các gen ở prokaryote: Promoter
Bước đầu tiên khi biểu hiện các protein của eukaryote trong vi khuẩn là chọn một vector biểu hiện
mang promoter mạnh (strong promoter) của prokaryote. Promoter là trình tự DNA hướng dẫn RNA
polymerase liên kết với DNA và khởi đầu sự tổng hợp RNA. Các promoter khác nhau có hiệu suất khác
nhau, nói chung, promoter mạnh giúp các mRNA được khởi đầu ở tần số cao. Các promoter khác nhau
đều mang hai đoạn bảo toàn cao, một được xác định khoảng 10 bp và một khoảng 35 bp nằm ở vùng
ngược hướng (upstream) với điểm khởi đầu của sự phiên mã (còn gọi là vùng 5’ không dịch mã-5’
untranslation region). Hai đoạn này được đánh giá rất quan trọng trong việc xác định cường độ của
promoter.
Các promoter thích hợp nhất cho biểu hiện của gen ngoại lai ở E. coli là những promoter mà cả hai
cường độ và khả năng điều hòa thể hiện mạnh. Nếu sản phẩm của gen được tạo dòng là độc (toxin) đối
với các tế bào E. coli thì sau đó sự nhân đôi gen sẽ làm cho cường độ promoter yếu và promoter không
điều hòa được. Sự phiên mã ở mức độ cao có thể gây trở ngại cho việc sao chép DNA của plasmid và dẫn
đến tính không ổn định của plasmid.
Phần này giới thiệu các vector biểu hiện mang promoter PL của bacteriophage l, promoter (lai)
trp-lac và promoter bacteriophage T7.
1. Promoter PL của bacteriophage l
Promoter PL của phage l (Hình 7.5) là một promoter mạnh, có khả năng điều hòa tốt và được dùng
trong một số vector biểu hiện. Ở nhiệt độ thấp (31oC), promoter PL được duy trì ở trạng thái bị ức chế bởi
sản phẩm của gen cI. Sau khi hoạt tính của gen ức chế bị phá hủy bằng cách tăng nhiệt độ nuôi cấy thì
promoter PL sẽ xúc tiến phiên mã phần lớn mRNA. Một vài vector sử dụng promoter PL của l như: pPLa
2311, pPLa 8 và pKC30.
Hình 7.5. Vector pKC30. pKC30 là plasmid có kích thước xấp xỉ 6,4 kb, mang promoter PL của bacteriophage l
và vị trí nhận biết HpaI nằm ở vùng cùng hướng (có 321 nucleotides) với vị trí khởi đầu phiên mã của PL.
Plasmid này là dạng phân chia của vector pBR322 và chứa đoạn HindIII-BamHI có nguồn gốc từ bacteriophage l
được chèn vào giữa các vị trí HindIII và BamHI của vector. Đoạn chèn cDNA mang tín hiệu promoter (PL), một
vị trí được nhận biết bởi sản phẩm của gen N (nutL), bản thân gen N, và tín hiệu kết thúc phiên mã phụ thuộc rho
(tL). Vị trí nhận biết HpaI nằm với vùng mã hóa của gen N. Các trình tự DNA được chèn vào trong vị trí HpaI có
thể được điều chỉnh bằng cách chuyển plasmid tái tổ hợp vào thể tiềm tan của bacteriophage mẫn cảm với nhiệt
độ (cIts857). Các tế bào được sinh trưởng đến giữa pha log ở 30oC và sau đó thay đổi tới 40oC để bất hoạt sản
phẩm của gen cI và mở promoter PL. Vector này được dùng để biểu hiện protein cII của bacteriophage l với một
mức độ khoảng 4% protein hòa tan tổng số của tế bào.
2. Promoter trp-lac
Sự biểu hiện của các gen được tạo dòng trong vi khuẩn E. coli còn được điều hòa bằng các
promoter khác. Chẳng hạn promoter tac (một dạng promoter lai giữa promoter trp và promoter lac) đã
được sử dụng thành công để sản xuất một lượng lớn protein trong E. coli (Hình 7.6).
- Promoter trp được điều hòa bởi gen ức chế trp và có thể được cảm ứng bởi sự bổ sung 3-IAA
(3-indolylacetic acid) vào môi trường, hoặc bằng cách thiếu tryptophan.
- Promoter lac được điều hòa bởi gen ức chế lac và vì thế có thể được cảm ứng bởi sự bổ sung nhân
tố cảm ứng IPTG cho nuôi cấy vi khuẩn.
- Cuối cùng promoter lai trp-lac chứa đoạn trp-35 gắn với đoạn lac-10 và operator lac được Boer
và cs thiết kế năm 1982, promoter lai trp-lac được điều hòa bởi gen ức chế lac (lac repressor).
Hình 7.6. Vector pKK177-3. pKK177-3 là một tac vector chứa các vị trí tạo dòng gen ngoại lai cùng hướng với
promoter tac. Cùng hướng với các vị trí tạo dòng là rrnB mang gen 5S của E. coli và hai nhân tố kết thúc phiên mã
T1 và T2.
3. Promoter bacteriophage T7
Một hệ thống biểu hiện khác đã được phát triển bởi Tabor và Richardson (1985), Studier và Moffatt
(1986) đó là hệ thống bacteriophage T7 RNA polymerase/promoter (Hình 7.7). Hệ thống này được thiết
kế cho các biểu hiện có chọn lọc của gen được tạo dòng. Chúng cho phép mức độ biểu hiện cao của một
vài gen không được biểu hiện hiệu quả trong các hệ thống khác.
Hình 7.7. Vector pET-3 mang promoter (PФ10) của bacteriophage T7 Ф10 và yếu tố kết thúc phiên mã Ф
(TФ). Yếu tố kết thúc phiên mã có thể tạo ra các thể phiên mã có sức đề kháng mạnh hơn đối với hoạt tính
exonuclease. Vector pET-3a là dạng phân chia của vector pET-3 trong đó vùng khởi đầu dịch mã (S10) của
bacteriophage T7 Ф10 (protein chính của vỏ bacteriophage T7) có mang vị trí BamHI ở codon 11 được đã chèn vào.
Vị trí NdeI (CATATG) được đặt ở vùng khởi đầu dịch mã và có thể được sử dụng để xây dựng plasmid biểu hiện
các protein nguyên thể.
Hình 7.8. Vector pAS1. Vector pAS1 là một plasmid dài khoảng 5,8 kb mang promoter PL của bacteriohage l
và vị trí cắt hạn chế duy nhất BamHI định vị ở codon khởi đầu ATG của gen cII của bacteriophage l. Plasmid
này có nguồn gốc từ pKC30, trong đó gen cII của bacteriophage l được chèn vào ở vị trí HpaI. Gen cII sau đó
được cắt bỏ bởi enzyme exonuclease cho tới khi chỉ còn lại codon khởi đầu ATG (G của ATG là nucleotide
đầu tiên của vị trí BamHI). Để biểu hiện gen bị mất codon khởi đầu, pAS1 được cắt bằng BamHI và sau đó xử
lý với enzyme mung-bean nuclease hoặc nuclease S1 để loại bỏ đầu lồi (đầu tận cùng sợi đơn). Gắn DNA đầu
bằng này với đoạn DNA đầu bằng bắt đầu với codon thứ hai của gen được biểu hiện đặt gen đó trong khung
với ATG. Các gen được chèn vào theo kiểu này được điều hòa bằng cách chuyển plasmid tái tổ hợp vào trong
thể tiềm tan mẫn cảm nhiệt độ của bacteriophage l (cIts857). Các tế bào sinh trưởng tới pha log muộn ở 30oC
và sau đó nâng lên 40oC để bất hoạt gen ức chế (repressor) và mở promoter PL. Gen được chèn vào cũng có
thể được điều hòa bằng hoạt động của protein N ở nutL và nutR để ngăn cản kết thúc ở tR.
Hiệu suất dịch mã của mRNA chịu sự chi phối của một vài yếu tố:
- Mức độ bổ sung giữa chuỗi SD và đầu 3’ của 16S rRNA.
- Khoảng cách giữa chuỗi SD và codon AUG để chuỗi DNA của eukaryote định vị.
- Nucleotide theo sau AUG ảnh hưởng sự liên kết ribosome.
Đưa codon ATG vào trong gen được tạo dòng và duy trì vị trí liên kết ribosome (RBS) của vi khuẩn
bằng cách dùng vector pAS1 (Hình 7.8). Vector pAS1 mang promoter P L và RBS của gen cII của
bacteriophage l, codon khởi đầu ATG được dung hợp trực tiếp với phần mã hóa đầu tận cùng amino của
gen eukaryote muốn biểu hiện. Cách làm này có thể hạn chế việc tối ưu khoảng cách giữa chuỗi SD của vi
khuẩn và codon khởi đầu ATG của gen eukaryote để có được sự biểu hiện hiệu quả của gen. Đoạn DNA
có gắn promoter và chuỗi SD sau đó được biến nạp vào các chủng E. coli thích hợp. Sàng lọc thể biến nạp
để thu các khuẩn lạc có mức độ phiên mã cao.
III. Xác định mức độ biểu hiện của gen được tạo dòng
Nói chung có ba cách thường được dùng để đánh giá mức độ biểu hiện protein ngoại lai của gen
được tạo dòng:
- Điện di polyacrylamide gel để xác định protein có kích thước thích hợp được sản xuất ở mức độ
cao trong các tế bào mang vector biểu hiện. Thông thường, protein quan tâm có thể quan sát bằng cách
nhuộm gel với Coomassie Brilliant Blue hoặc bằng thuốc nhuộm bạc. Nếu không thấy có băng protein mới
khi dùng các thuốc nhuộm này, thì đánh dấu sự trao đổi chất với 100 µCi của [35S]Met hoặc [35S]Cys trên
1 mL dịch nuôi cấy trong 5 phút. Điện di SDS-polyacrylamide gel và thực hiện phóng xạ tự ghi có thể cho
phép phát hiện protein quan tâm.
- Phân tích Western blot bằng cách dùng các kháng thể liên kết đặc hiệu với protein quan tâm đã
được thẩm tích lên màng nitrocellulose sau khi thực hiện diện di SDS-PAGE (xem chương 2).
- Nếu mức độ biểu hiện thấp thì nên đặt gen lacZ cùng hướng với gen được biểu hiện. Như vậy, nếu
sự phiên mã hoặc dịch mã hạn chế biểu hiện của gen thì những thay đổi trong hệ thống biểu hiện có thể
được kiểm soát bằng những thay đổi trong hoạt tính của β-galactosidase.
1. Western blot
Phản ứng liên kết kháng nguyên-kháng thể có tính đặc hiệu rất cao. Vì vậy, có thể áp dụng phản ứng
này để phát hiện sự có mặt và tinh sạch protein. Kháng thể (antibody) được sản xuất khi đưa kháng
nguyên vào thỏ và được tinh sạch từ máu thỏ sau khi gây nhiễm. Những kháng thể tạo ra bằng cách này là
những kháng thể đa dòng (polyclonal antibodies-do các tế bào lympho khác nhau tiết ra), do đó chúng có
khả năng nhận biết một số kháng nguyên. Ngược lại, kháng thể đơn dòng (monoclonal antibodies) chỉ
tương tác với một kháng nguyên nhất định.
Hình 7.9. Sơ đồ kỹ thuật Western blot
Kháng thể được đánh dấu bằng bằng enzyme (hoặc bằng chất phát huỳnh quang) để phát hiện
protein đặc hiệu (thường được thẩm tích lên màng nitrocellulose sau khi chạy điện di SDS-PAGE, và cố
định ở đó) thông qua kỹ thuật Western blot (hoặc immunoblot) (Hình 7.9). Cơ chế của phản ứng liên kết
kháng nguyên-kháng thể được trình bày ở hình 7.10. Sau khi protein trên màng lai gắn với kháng thể thứ
nhất đặc hiệu và tiếp đến là kháng thể thứ hai có đánh dấu enzyme (alkaline phosphatase, horse-radish
peroxidase…) thì phức hợp này sẽ được liên kết với cơ chất để tạo màu. Sự hiện diện của protein ngoại lai
(sản phẩm dịch mã của gen ngoại lai được chuyển vào tế bào vật chủ) sẽ được phát hiện nhờ sự xuất hiện
màu của phản ứng lai.
Hình 7.10. Sơ đồ mô tả liên kết protein (kháng nguyên) với kháng thể thứ nhất đặc hiệu và kháng thể thứ hai
có đánh dấu enzyme trong Western blot
Sự phân bố của protein đặc hiệu trong tế bào và tổ chức mô cũng có thể phát hiện bằng kỹ thuật lai
in situ (in situ hybridization) với nguyên tắc tương tự Western blot. Ngoài ra, kháng thể được sử dụng để
tinh sạch protein đặc hiệu bằng kết tủa miễn dịch hoặc sắc ký ái lực (affinity chromatography). Kháng thể
đánh dấu được dùng để định lượng kháng nguyên trong kỹ thuật xét nghiệm hấp thụ miễn dịch liên kết
enzyme (enzyme-linked immunosorbent assay) gọi tắt là ELISA.
2. ELISA
ELISA là một kỹ thuật hóa sinh, cũng dựa trên phản ứng liên kết kháng nguyên-kháng thể, được
dùng chủ yếu trong miễn dịch học để phát hiện sự có mặt của kháng thể hoặc kháng nguyên trong mẫu.
Tương tự kỹ thuật Western blot, trong ELISA người thường dùng hai loại kháng thể. Một kháng thể đặc
hiệu với kháng nguyên protein (kháng thể thứ nhất). Một kháng thể khác, phản ứng với các phức hợp
kháng thể-kháng nguyên, được kết hợp với enzyme (kháng thể thứ hai). Kháng thể thứ hai nhờ có liên kết
với enzyme (như tên của kỹ thuật xét nghiệm) nên có thể bắt màu với cơ chất để tạo ra tín hiệu (Hình
7.11).
Hình 7.11. Sơ đồ kỹ thuật ELISA
Do ELISA có thể thực hiện để đánh giá sự có mặt của kháng nguyên hoặc kháng thể trong mẫu bằng
phương pháp quang phổ (đo độ hấp thụ quang), cho nên nó là công cụ hữu ích để xác định nồng độ (định
lượng) kháng nguyên và kháng thể.
IV. Tăng mức độ biểu hiện của gen được tạo dòng
Các mức độ biểu hiện của gen ngoại lai trong E. coli thường được kiểm tra bằng thử nghiệm chức
năng hoặc bằng các xét nghiệm miễn dịch khác nhau. Tuy nhiên, nếu cố đạt đến mức tối đa sự biểu hiện
của sản phẩm gen thì các phân tích như thế là phức tạp. Để khắc phục khó khăn này khi sản phẩm gen
eukaryote không dung hợp được biểu hiện người ta đã sử dụng phương pháp cho DNA ngoại lai được
dung hợp với đoạn tương ứng của gen lacZ cho phép gen ngoại lai sao chép lại và dịch mã một cách hiệu
quả. Plasmid được dùng trong phương pháp này là pLG mang gen lacZ mã hóa đầu tận cùng carboxyl có
hoạt tính b-galactosidase. Tuy nhiên, b-galactosidase vẫn chưa được tổng hợp do còn thiếu promoter và
trình tự SD ở plasmid. Do đó, một promoter di động (portable promoter) sẽ được gắn phía trước gen dung
hợp và điều chỉnh sự biểu hiện ở mức độ cao protein dung hợp có hoạt tính b-galactosidase. Các plasmid
có các đoạn promoter được đặt tối ưu có thể nhận biết bằng cách biến nạp vi khuẩn Lac- và thu được hoạt
tính b-galactosidase trên các đĩa chỉ thị lactose (lactose indicator). Các plasmid này sau đó có thể được
dùng để tái cấu trúc gen eukaryote không hợp nhất mà nó được biểu hiện ở mức độ cao.
Mức độ biểu hiện thấp của gen được tạo dòng có thể là do RNA không ổn định, sự kết thúc chưa
hoàn chỉnh, sự dịch mã không hiệu quả, hoặc chính protein không ổn định.
V. Tinh sạch protein
1. Thể vùi và phương pháp hòa tan thể vùi
1.1. Thể vùi
Protein có mức độ biểu hiện cao trong E. coli thường tạo ra các hạt nhỏ không hòa tan ở trong tế
bào chất (thể vùi), có thể quan sát bằng kính hiển ngược pha và tách khỏi dịch tan của tế bào sống bằng
phương pháp ly tâm. Các tế bào biểu hiện mức độ cao các protein ngoại lai được cô lại bằng ly tâm và
phá vỡ bằng các kỹ thuật cơ học, siêu âm, hoặc dùng lysozyme kết hợp với chất tẩy. Các thể vùi
(inclusion) được tạo tiểu thể bằng ly tâm và rửa với Triston X-100 và EDTA hoặc urea.
Để thu được chất hòa tan, protein hoạt động, các thể vùi được rửa phải hòa tan và sau đó phải
được tái cuộn xoắn. Mỗi protein có thể cần một phương pháp hòa tan khác nhau và thường được xác
định theo kinh nghiệm. Các điều kiện khác nhau (ví dụ: guanidine HCl [5-8 M], urea [6-8 M], SDS,
alkaline pH, hoặc acetonitrile/propanol) có thể được sử dụng để hòa tan các thể vùi. Trong nhiều trường
hợp, chỉ cần pha loãng đơn giản dịch chiết hòa tan trong một đệm thích hợp là đủ. Nếu protein chứa các
cầu nối disulfide, người ta cần phải tiến hành oxy hóa và khử glutathione. Một đôi khi cần bổ sung đồng
dung môi (co-solvent) như PEG, hoặc các chất tẩy rửa như Triton X-100, Tween 20 hoặc Zwittergent
3-16.
Sau khi hòa tan thành công, có thể thử nghiệm các phương pháp tái cuộn xoắn khác nhau bao gồm
sự pha loãng hoặc thẩm tách. Hiệu suất tạo ra protein hoạt động hoặc protein có các liên kết disulfite
giống như protein gốc phụ thuộc vào nồng độ, độ tinh sạch và kích thước của chuỗi polypeptide; độ pH và
cường lực ion của dung môi; và tỷ lệ tái cuộn xoắn của chúng. Các nhân tố khác bao gồm số lượng của
các liên kết disulfite và bản chất của chính protein. Trong một số trường hợp, các protein hòa tan có thể
rất khó tái cuộn xoắn và người ta thấy rằng việc bổ sung chaperonins có thể giúp ích cho các quá trình
này. Chaperonins là các protein cần để đảm bảo cuộn xoắn chính xác các in vivo protein, với khả năng
thuận lợi của chaperonin tái tổ hợp chúng được dùng để xúc tác cho quá trình tái cuộn xoắn chính xác của
các in vitro protein.
Nguyên nhân tạo thành các thể vùi chưa được biết đầy đủ, vì không phải tất cả protein biểu hiện ở
mức độ cao đều tạo thành thể vùi. Tế bào vật chủ cũng thể hiện một vai trò quan trọng. Cấu trúc chính
xác của protein tái tổ hợp cũng có thể ảnh hưởng sự tạo thành các thể vùi. Một nghiên cứu được thực hiện
với g-interferon người tái tổ hợp đã cho thấy chỉ một vài thay đổi amino acid cũng có thể ảnh hưởng đến
sự chuyển hóa giữa các biểu hiện của protein hòa tan và không hòa tan trong E. coli.
1.2. Phương pháp hòa tan thể vùi
1.2.1. Làm tan tế bào
Ly tâm thu tiểu thể tế bào E. coli, tái huyền phù tiểu thể bằng phenylmethylsulfonylfluoride
(PMSF) và lysozyme, đặt ở nhiệt độ phòng (RT) khoảng 20 phút (thỉnh thoảng khuấy). Sau đó, bổ sung
deoxycholic acid, đặt ở 37oC và khuấy cho tới khi dịch tan trở nên sền sệt, bổ sung DNase I và để 30
phút ở RT.
1.2.2. Tinh sạch và rửa thể vùi
- Phương pháp 1. Ly tâm dịch tan thu được ở bước trên, tái huyền phù tiểu thể bằng Triston X-100
và EDTA, giữ ở RT 5 phút. Ly tâm 15 phút lấy tiểu thể và tái huyền phù trong nước. Trộn dung dịch với
đệm 2´ SDS gel-loading dye và phân tích bằng điện di polyacrylamide gel để xác định protein quan tâm có
trong tiểu thể không.
- Phương pháp 2. Ly tâm dịch tan, tái huyền phù tiểu thể bằng nước. Sau đó, ly tâm lại và tái huyền
phù tiểu thể trong Tris.HCl có bổ sung urea. Ly tâm và tái huyền phù tiểu thể bằng nước. Trộn dung dịch
với đệm 2´ SDS gel-loading dye và phân tích điện di polyacrylamide gel để xác định điều kiện rửa thích
hợp cho protein.
1.2.3. Hòa tan các thể vùi
Treo các tiểu thể được rửa trong đệm dung ly chứa PMSF và urea, để 1 giờ ở RT. Bổ sung dung dịch
có KH2PO4, EDTA và NaCl để 30 phút ở RT, duy trì pH 10,7 bằng KOH. Điều chỉnh pH tới 8,0 bằng HCl
để 30 min ở RT. Ly tâm thu tiểu thể và tái huyền phù bằng đệm 1´ SDS gel-loading dye. Phân tích điện di
để xác định mức độ hòa tan.
2. Các đuôi ái lực
Khái niệm đuôi ái lực xuất hiện khi thiết kế di truyền với mục đích giúp cho sự tinh sạch protein
hoặc enzyme hiệu quả hơn. Gen của protein quan tâm được dung hợp với chuỗi DNA mã hóa cho một số
trình tự amino acid sẽ đơn giản hóa quá trình tinh sạch protein, bằng cách biến đổi các tính chất của nó
trong một kiểu có thể dự đoán. Một trong các trường hợp đầu tiên là dung hợp di truyền của một số gốc
arginine với C-terminus của urogastrone. Gen này sẽ sản xuất một protein liên kết mạnh với khuôn trao
đổi ion cho cation. Đuôi polyarginine sau đó được loại bỏ bằng cách dùng enzyme bất động
carboxypeptidase A.
Hình 7.12. Tinh sạch protein đích bằng sắc ký ái lực. Cho hỗn hợp protein tái tổ hợp đi qua cột sắc ký có chứa
một phối tử liên kết đặc hiệu với các protein mang một đuôi ái lực (ví dụ: His, Histidine hoặc GST, glutathione-
S-transferase). Các chất bẩn sẽ được rửa trôi khỏi cột, và các protein được liên kết trên cột sau đó sẽ được rửa giải
ở dạng tinh sạch. Đuôi ái lực có nhiều ưu điểm trong tinh sạch protein. Trong IMAC (immobilized metal ion affinity
chromatography), His sẽ liên kết chọn lọc cao với Ni2+ hoặc các kim loại chuyển tiếp khác được bất động trên phối
tử, protein có gắn đuôi ái lực có thể được rửa giải chọn lọc bằng imidazole. Protein được gắn đuôi GST liên kết với
glutathione như một phối tử, và được rửa giải với các dung dịch glutathione. Các protein có đuôi dung hợp GST
mang hoạt tính enzyme chỉ có thể được tinh sạch dưới các điều kiện tự nhiên. Ngược lại, các protein gắn đuôi His có
thể được tinh sạch dưới các điều kiện tự nhiên hoặc biến tính.
Hình 7.13. Phân tích SDS-PAGE và nhuộm bằng Coomassie Blue các sản phẩm protein sau khi tinh sạch
bằng sắc ký ái lực. 1: Chuẩn khối lượng phân tử của protein. 2: Protein hòa tan tổng số. 3: Protein dung hợp
(protein đích và GST) được rửa giải khỏi cột glutathione sepharose. 4: Protein dung hợp được cắt bằng PresCission
Protease cho ra 2 băng là GST và protein đích. 5: Protein đích đã được tinh sạch sau khi cho đi qua IMAC.
Khó khăn chủ yếu ở các dung hợp ái lực để tinh sạch protein là phải loại bỏ thành công đuôi ái lực
và các tác nhân được sử dụng. Vấn đề này có thể được giải quyết từng phần bằng sự biến nạp di truyền
các điểm đặc hiệu cao cho protease hoặc cho sự cắt bỏ các liên kết acid không bền ở chỗ nối của protein
tái tổ hợp và đuôi ái lực. Nhiều phương pháp phân cắt đã được gợi ý. Sử dụng các protease đặc hiệu là
thích hợp hơn cả, bởi vì có thể ứng dụng trong các điều kiện “nhẹ nhàng”, chủ yếu là thrombin,
enterokinase và Factor Xa. Tất cả những protein này hoạt động ở 37oC và có thể phân cắt ở các vị trí bên
trong protein quan tâm, hoặc do mất tính đặc hiệu hoặc từ sự nhiễm bẩn các protease. Cuối cùng, các
bước sắc ký tiếp theo sẽ được yêu cầu để loại bỏ đuôi ái lực được phân cắt và protease.
Trong sự phát triển gần đây của lĩnh vực này, người ta đã sử dụng dạng tái tổ hợp của protease 3C
từ rhinovirus của người. Protease này có kích thước nhỏ (20 kDa) và có một tính đặc hiệu rất hạn chế. Nó
được biểu hiện như là một protein tái tổ hợp được dung hợp với glutathione-S-transferase. Điều này có
một vài ưu điểm, bản thân protease có thể được tinh sạch bằng sắc ký ái lực trên glutathione-Sepharose.
Nếu protein đích được biểu hiện như là một sự dung hợp với glutathione-S-transferase thì nó có thể được
tinh sạch trên cột glutathione-Sepharose. Sau khi xử lý với protease, protein đích có thể được phân tách
khỏi đuôi glutathione-S-transferase và protease bằng cách chuyển qua cột glutathione-Sepharose thứ hai.
Một cách khác, phản ứng phân cắt có thể được đặt trên cột glutathione-Sepharose thứ nhất bằng
cách bổ sung protease vào đệm của cột, vì thế tránh được sự cần thiết cho một cột thứ hai. Protease này
có sẵn ở dạng thương mại dưới tên PreCission Protease do Amersham Pharmacia Biotech sản xuất (Hình
7.12 và 7.13).
Tài liệu tham khảo/đọc thêm
1. Ausubel FM, Brent R, Kingston RE, Moore DD, Seidman JG, Smith JA and Struhl K. 2002. Short
Protocol in Molecular Biology. Vol 1 and 2. 5th ed. John Wiley & Sons, Inc. USA.
2. Maniatis T, Fritsch EF and Sambrook J. 1989. Molecular Cloning-A Laboratory Manual. Cold Spring
Habor Laboratory Press, USA.
3. Ohman DE. 1989. Experiments in Gene Manipulation. Prentice Hall, Englewood Cliffs, New Jersey,
USA.
4. Primrose SB, Twyman R and Old RW. 2001. Principles of Gene Manipulation. 6th ed. Blackwell
Science, Oxford, UK.
5. Rapley R and Walker JM. 1998. Molecular Biomethods Handbook. Humana Press Inc. New Jersey,
USA.
6. Rosenberg IM. 1996. Protein Analysis and Purification-Benchtop Techniques. Birkhäuser, Boston, USA.
7. Surzycki S. 2000. Basic Techniques in Molecular Biology. Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, Germany.
8. Walker JM. 2002. The Protein Protocols Handbook. 2nd ed. Humana Press Inc. Totowa, New Jersey,
USA.
